STABILITAS DAN TOKSISITAS PEWARNA DARI EKSTRAK AIR KULIT BUAH NAGA (Hylocereus spp)


Jurnal Obat Bahan Alam || Journal Of Natural Medicine
Volume 7 || Nomor 1 || Mei 2008 || ISSN: 1412-5986
Penerbit : Fakultas Farmasi Universitas Katolik Widya Mandala Surabaya

Penulis 1: Wardah
Penulis 2: Tatang Sopandi

Pdf VERSI CETAK/ASLI

ABSTRAK: Telah dilakukan pengujian stabilitas dan toksisitas pewarna dari ekstrak air kulit buah naga.

Pengujian stabilitas warna ekstrak air kulit buah naga dilakukan pada berbagai taraf pH dan suhu, sedangkan uji toksisitas warna ekstrak kulit buah naga dilakukan pada larva udang dan eritrosit darah sapi. Hasil penelitian menunjukkan bahwa warna ekstrak air kulit buah naga tidak stabilitas pH rendah dan suhu tinggi tetapi mempunyai toksisitas dan sitotoksisitas yang rendah pada larva udang dan eritrosit.

Kata kunci: stabilitas, toksisitas, buah naga

 

ABSTRACT: The stability and toxicity assays of colorant of peel of dragon fruits water extract were conducted. Assays of stability carried out on various levels of pH and temperature, at the time that toxicity assays carried out on brine shrimp larva and erythrocyte sheep blood. The result of this research shown that  color of peel of dragon water extract have low stability on low pH and heat but color of peel of dragon water extract indicate low toxicity on shrimp larvae and erythrocite.

Key words: stability, toxicity and dragon fruits

 

PENDAHULUAN

Pewarna pangan memegang peranan penting dan dapat menentukan penerimaan produk pangan oleh konsumen (Barbut, 2002). Jenis pewarna yang umumnya digunakan dalam industri pangan adalah pewarna sintetik. Namun demikian  sejak diketahui bahwa pewarna sintetik menimbulkan permasalahan kesehatan seperti azorubin dan tartrazin yang menyebabkan alergi (Multon, 1992) dan adanya efek karsinogenik maupun teratogenik pada beberapa jenis pewarna sintetik (Hamano, et al, 2005), perhatian dan pengembangan pewarna dari bahan alam terus meningkat (Deffosse, 2006; Babbitha, et al, 2006). Salah satu bahan alam yang sedang dikembangkan secara intensif untuk digunakan sebagai pewarna pangan pengganti pewarna sintetik adalah pewarna yang berasal dari tanaman (Herbach et al, 2006). Namun demikian baru beberapa jenis tanaman yang berhasil secara komersil digunakan sebagai sumber bahan pewarna yaitu pewarna yang berasal dari anggur dan kubis merah (Ilori dan Odukoya, 2005) serta pewarna yang berasal dari tanaman bit (Herbach, et al, 2006). Oleh karena itu, pencarian sumber pewarna alami dari bahan alam termasuk dari tanaman terus dilakukan.

Betalain merupakan pigmen nitrogenus dapat larut dalam air yang menggantikan pigmen antosianin  pada beberapa jenis tanaman (Clement dan Mabry, 1996). Selain digunakan sebagai pewarna pangan, betalain diketahui dapat menghambat oksidasi lipid dan peroksidasi (Kanner et al, 2001), anti-imflammasi (Gentile et al, 2004), antiradikal bebas dan antioksidatif (Butera et al, 2002; Cai et al, 2003; Stintzing et al, 2005). Keberadaan betalain terbatas hanya pada beberapa  famili tanaman yang mempunyai kariofilales dan beberapa kapang dari genus Basidiomicetes (Strack et al, 1993). Selain itu, hanya betalain dari beberapa tanaman dan kapang tersebut yang palatabel dan tidak mengandung zat antinutrisi (Stintzing dan Carle, 2004).

Buah naga (Hylocereus spp) merupakan tanaman penghasil buah dengan warna kulit buah yang menarik (merah atau kuning). Tanaman ini mulai dibudidayakan di Indonesia sejak tahun 2001, seiring dengan peningkatan jumlah produksi dan peningkatan kesukaan masyarakat, jumlah limbah buah naga berupa kulit buah terus meningkat dan belum dimanfaatkan yang pada suatu saat dapat menimbulkan permasalahan lingkungan. Zat warna yang terdapat pada kulit buah naga mempunyai potensi tinggi sebagai pewarna pangan. Beberapa hasil penelitian menunjukkan bahwa buah tanaman kaktus (Hylocereus spp) merupakan  sumber betalain (Herbach et al, 2005), betasianin dan betasantin (Stintzing et al 2003; Wybraniec dan Mizrahi, 2006). Hasil penelitian Gutierrez dan Solis (2006) menunjukkan bahwa ekstrak daun buah naga dapat menghambat permeabilitas kapiler kelinci. Sementara itu, Stintzing et al (2003) melaporkan bahwa kandungan betasianin sekitar 525,3 mg dan betasanthin sekitar 48,3 mg per liter jus buah  H. polyrhizus. Sedangkan Wybraniec dan Mizrahi (2006) melaporkan bahwa buah Hylocereus spp mengandung pigmen betanin, phylocerein, hylocerenin dan isohylocerenin.

Pengetahuan mengenai stabilitas dan toksistas dari pewarna sangat penting dalam industri pangan. Penelitian ini bertujuan untuk menguji stabilitas warna ekstrak air kulit buah naga terhadap pH dan suhu serta menguji toksisitas warna ekstrak air kulit buah naga pada larva udang dan eritrosit darah sapi.

 

METODE PENELITIAN

Alat

            Alat yang digunakan dalam penelitian ini terdiri atas grinder, evaporator (merk Heedolph WB2001). Spectronik 20, inkubator, dan peralatan lain yang dibutuhkan untuk analisis kimia.

 

Bahan

Bahan yang digunakan dalam penelitian ini terdiri atas kulit buah naga, larva udang, eritrosit sapi, dimetilsulfoksida (DMSO), H2SO4 , HCl serta bahan kimia lain yang dibutuhkan untuk analisis kimia.

 

Tahapan Penelitian 

         Penelitian telah dilakukan di laboratorium Biokimia Fakultas Industri Pangan Universitas 17 Agustus 1945 Surabaya mulai bulan April sampai dengan September 2008.

 

Ekstraksi Kulit Buah Naga

            Ektraksi kulit buah naga dimulai dengan membersihkan kulit naga dari kotoran dan mengeringkan sampai kadar air mencapai 10-20%. Setelah kering kulit buah naga digiling halus. Tepung kulit buah naga direndam dalam etanol 90% selama 24 jam dengan perbandingan (1:5). Campuran yang diperoleh diuapkan dalam rotari evaporator sampai kental. Selanjutnya dilarutkan dalam air (5:1) selama 24 jam dan disaring dengan kertas Whatman No. 1 untuk selanjutnya dikering dalam oven pada suhu 40oC sampai diperoleh serbuk kering dan disimpan pada suhu 4oC sampai digunakan.

 

Uji Stabilitas

         Sebanyak 20 g dilarutkan dalam aquadest dan disentrifuge pada 200 rpm selama 1 jam dan didiamkan selama 15 menit. Larutan kemudian dimasukan ke dalam 15 kuvet. Kelima belas kuvet tersebut dibagi 5 masing-masing 3 kuvet dan  masing-masing disimpan pada suhu 0oC, 30oC, 40oC, 60oC,dan 100oC selama 6 jam. Setiap jam dilakukan pengamatan terhadap intensitas warna dengan spektrofotometer. Untuk mengetahui stabilitas warna terhadap berbagai kondisi pH dilakukan dengan membuat 18 kuvet yang berisi larutan dan dibagi 6 masing-masing 3 kuvet. Pada bagian ditambahkan HCl dan atau NaOH sehingga diperoleh pH cairan dalam kuvet 3, 4, 5, 6, 7, dan 8 selanjutnya disimpan pada suhu ruang selama 7 hari dan setiap hari dilakukan pengamatan terhadap intensitas warna dengan spektrofotometer. Pengukuran intensitas dilakukan pada panjang gelombang 505 nm untuk warna merah atau 410 nm untuk warna kuning.

 

Uji Toksisitas  pada larva udang

Uji toksisitas ekstrak kulit buah naga dilakukan dengan uji kematian larva udang (brine shrimp lethality test) sesuai metode yang dikembang Latha et al (2007). Telur udang laut (Artemia salina) yang telah ditetaskan dalam air laut buatan yang dibuat dari 38 g garam laut dalam 1 l aquadest. Setelah 24 jam diinkubasi pada suhu ruang (22-29o C), larva dimasukan ke dalam bagian lain dari tangki yang berisi air laut dan lampu yang terletak pada sisi lain dinyalakan untuk menarik larva udang melalui pembatas. Larva udang siap digunakan setelah berumur 24 jam. Sebanyak 20 mg sampel serbut ekstrak kulit buah naga dilarutkan dalam 2 ml pelarut dimetilsulfoksida (DMSO) 10% dan diencerkan dengan air laut buatan sehingga diperoleh konsentrasi zat warna 1000, 100 dan 10 µl/ml. Dibuat juga botol yang hanya berisi hanya berisi air laut dan 10% DMSO sebagai kontrol. Ke dalam masing-masing botol yang berisi sampel dimasukan 10 larva udang dan diinkubasi selama 24 jam pada suhu ruang. Setelah diinkubasi, jumlah larva yang mati pada setiap botol dihitung untuk selanjutnya diagram persentase mortalitas larva pada sumbu X dan logaritma konsentrasi pada sumbu Y.

 

Uji toksisitas pada eritrosit

Penentuan toksisitas warna pada eritrosit darah sapi dilakukan sesuai yang digambarkan oleh Latha et al (2007). Sebanyak 10 seri pengenceran  zat warna dibuat dalam garam buffer fosfat dalam tabung Eppendorf dan tambahkan 0,2 ml eritrosit darah sapi segar (2,5x 105 sel). Selanjutnya tabung Eppendort yang berisi larva diinkubasi pada suhu 37oC selama 30 menit. Setelah diinkubasi semua tabung disentrifuge selama 5 menit. Derajat hemolisis ditentukan dengan mengukur densitas optik supernatan dengan spektrofotometer pada 405 nm. Sebagai kontrol negatif digunakan tabung yang hanya berisi larutan garam fosfat dan kontrol positif digunakan tabung yang berisi air ledeng.

 

Analisis Data

Data hasil pengamatan akan dianalisis dengan analisis varian sesuai dengan rancangan penelitiannya menggunakan perangkat lunak program SPSS 13.. Untuk mengetahui letak perbedaan akan diuji lanjut menggunakan uji beda nyata jujur sesuai dengan petunjuk Steel dan Torie (1995).

 

HASIL DAN PEMBAHASAN

Stabilitas Warna Ekstrak Kulit Buah Naga

  1. Pengaruh Suhu Terhadap Stabilitas Warna Kulit Buah Naga

Hasil penelitian pengaruh suhu terhadap stabilitas warna ekstrak kulit buah naga disajikan pada Tabel 1, yang menunjukkan bahwa pewarna dari ekstrak kulit buah naga tidak stabil terhadap suhu. Peningkatan suhu menyebabkan warna ekstrak kulit buah naga semakin tidak stabil. Stabilitas warna ekstrak kulit buah naga hanya stabil pada suhu 0-30oC.

 

Tabel 1. Pengaruh Suhu Terhadap Stabilitas Warna Ekstrak Kulit Buah Naga

Jenis Buah Naga Suhu (OC) Nilai Absorbasi Warna pada pengamatan jam ke-
1 2 3 4 5 6
Merah 0 0.59a 0.55a 0.54a 0.56a 0.54a 0.55a
30 0.54a 0.51a 0.51a 0.5a 0.53a 0.5a
40 0.48a 0.47a 0.46a 0.44a 0.44a 0.3b
60 0.24a 0.21a 0.2a 0.16b 0.16b 0.13b
100 0.16a 0.13b 0.13b 0.12b 0.1b 0.1b
Kuning 0 0.56a 0.54a 0.54a 0.52a 0.53a 0.53a
30 0.52a 0.51a 0.47a 0.5a 0.49a 0.47a
40 0.48a 0.32ab 0.31ab 0.32ab 0.24b 0.25b
60 0.24a 0.2a 0.2a 0.17ab 0.15b 0.14b
100 0.17a 0.14ab 0.14ab 0.13b 0.12b 0.12b

Keterangan : angka yang didampingi huruf yang sama ke arah baris tidak signifikan (P>0,05)

 

Hasil penelitian ini sesuai dengan beberapa ahli yang mengemukakan bahwa pewarna dari tanaman pada umumnya mempunyai kelemahan karena mempunyai sifat yang tidak stabil pada pH, panas dan cahaya, sifat kelarutan dalam air yang rendah serta tidak tersedia sepanjang tahun (Herbach, et al, 2006; Gunasekaran dan Poorniammal, 2008). Buah naga diketahui mengandung betalain (Herbacch et al, 2005), betasianin dan betasantin (Stintzing et al 2003 dan Wybraniec dan Mizrahi, 2006). Betalain diketahui tidak stabil dan mudah pudar oleh suhu tinggi, degradasi dan pemudaran warna seiring dengan peningkatan panas dan lama pemanasan, pemudaran warna signifikan terjadi pada suhu di atas 50oC. Seperti yang terlihat pada Gambar 5, penelitian ini menunjukkan bahwa stabilitas warna ekstrak kulit buah naga menurun dengan peningkatan suhu. Hasil penelitian ini sesuai dengan hasil penelitian Gharras et al (2006) yang melaporkan bahwa stabilitas pigmen betasantin dari buah Opuntia ficus indica berwarna kuning menurun dengan peningkatan suhu.

  1. Pengaruh pH Terhadap Stabilitas Warna Kulit Buah Naga

Hasil penelitian pengaruh pH terhadap stabilitas kulit buah naga (Tabel 2 ) menunjukkan bahwa warna dari kulit ekstrak kulit buah naga baik yang berwarna merah maupun kuning tidak stabil pada pH di bawah 5. Hal ini sesuai pendapat Herbach et al (2006) bahwa stabilitas zat warna dipengaruhi oleh konsentrasi, struktur kimia pigmen, pH, nilai Aw dan temperatur. Betalain umumnya stabil pada kisaran pH 3 sampai 7, dan pada pH di bawah kisaran tersebut betalain akan terdegradasi (Stintzing dan Carle, 2004). Elbe et al (2006) melaporkan bahwa betanin umumnya stabil pada kisaran pH 4,0-5,0, namun demikian laju degradasi warna dipengaruhi oleh kondisi udara dan cahaya. Hasil penelitian ini sesuai dengan hasil penelitian Gharras et al (2006) yang melaporkan bahwa stabilitas pigmen betasantin dari buah Opuntia ficus indica berwarna kuning menurun dengan penurunan pH.

 

Tabel 2. Stabilitas Warna Kulit Buah Naga Terhadap pH.

Jenis Buah Naga pH Nilai Absorbansi pada hari pengamatan ke-
1 2 3 4 5 6 7
Merah 3 0.58a 0.55ab 0.51b 0.44b 0.39bc 0.34c 0.31c
4 0.74a 0.69ab 0.56b 0.52b 0.45bc 0.42c 0.4c
5 0.81a 0.8a 0.8a 0.75a 0.73ab 0.71ab 0.68b
6 0.88a 0.86a 0.82a 0.82a 0.84a 0.81a 0.75a
7 0.83a 0.8a 0.8a 0.78a 0.78a 0.75a 0.76a
8 0.85a 0.85a 0.83a 0.8a 0.75a 0.76a 0.75a
Kuning 3 0.52a 0.53a 0.49a 0.37b 0.34b 0.31b 0.29c
4 0.66a 0.58ab 0.52b 0.48b 0.41c 0.33c 0.31c
5 0.77a 0.73b 0.73b 0.74b 0.76a 0.7b 0.7b
6 0.79a 0.74a 0.73a 0.76a 0.72a 0.76a 0.71a
7 0.82a 0.77a 0.75a 0.79a 0.76a 0.77a 0.77a
8 0.84a 0.8a 0.77a 0.78a 0.76a 0.79a 0.78a

Keterangan : angka yang didampingi huruf yang sama kea rah kolom tidak signifikan (P<0,05).

 

Toksisitas Warna Ekstrak Kulit Buah Naga

  1. Toksisitas pada Larva Udang

Hasil uji toksisitas zat warna dari ekstrak kulit buah baga disajikan pada tabel 3. Pada tabel 3 tampak bahwa pemberian ekstrak dari kulit buah naga merah dan kuning menyebabkan persentase mortalitas larva Artemia salina paling tinggi masing-masing sebesar 26,67% dan 16,67% dengan LD50 untuk ekstrak kulit buah naga merah sebesar 1,86 μg/ml dan LD50 untuk ekstrak kulit buah naga kuning sebesar 3,20 μg/ml. Tingkat toksisitas zat warna yang terdapat dalam ekstrak kulit buah naga termasuk ke dalam kategori rendah. Hilou et al (2005) melaporkan bahwa ekstrak Amaranthus spinosus yang mengandung betalain mempunyai toksisitas yang rendah dengan LD50 sebesar 1450 mg/kg.

 

Tabel 3.  Hasil Uji Toksisitas Zat Warna dari Ekstrak Kulit Buah Naga Merah Dan Kuning pada larva udang

Jenis Buah Naga Dosis

(ul/ml)

Mortalitas Larva

(%)

Merah

 

0 0 (a)
0,0005 0 (a)
0,001 0 (a)
0,005 0 (a)
0,01 0 (a)
0,05 0 (a)
0,1 6,67 (a)
0,5 16,67 (b)
1,0 26,67 (c)
Persamaan regresi : Y = 0,43 + 26,68 X, LD50 = 1,86 μg/ml
Kuning 0 0 (a)
0,0005 0 (a)
0,001 0 (a)
0,005 0 (a)
0,01 0 (a)
0,05 3,33 (a)
0,1 6,67 (a)
0,5 6,67 (a)
1,0 16,67 (b)
Persamaan regresi : Y= 0,833 + 15,367 X, LD50 = 3,20 μg/ml
  1. Toksisitas pada eritrosit

Hasil penelitian menunjukkan bahwa jenis ekstrak buah naga tidak berpengaruh signifikan (P>0,05) terhadap derajat hemolisis sel darah, sedangkan dosis ekstrak buah naga berpengaruh (P<0.05) terhadap derajat hemolisis sel darah merah.  Hasil penelitian uji sitoksisitas zat warna dari ekstrak kulit buah baga disajikan pada tabel 4. Pada tabel 4 tampak bahwa derajat homilisis yang signifikan hanya tampak pemberian ekstrak dari kulit buah naga sebesar 0,5 mg baik untuk buah naga berwarna kuning maunpun merah.

 

Tabel 4.  Hasil Uji Toksisitas Warna Ekstrak Kulit Buah naga merah dan kuning pada Eritrosit

Jenis Dosis

 

Rata-rata Nilai Absorbansi
Kontrol Buffer 0.85 (a)
Kontrol Air Ledeng 0,83 (a)
Merah 0,0001mg 0,8 (a)
0.001mg 0,77 (a)
0.0015mg 0.77 (a)
0.01mg 0.7 (a)
0.015mg 0.7 (a)
0.1mg 0.67 (a)
0.5mg 0,5 (b)
1,0mg 0.4 (b)
Kuning 0.0001mg 0,77 (a)
0.001mg 0.65 (a)
0.0015mg 0.87 (a
0.01mg 0.7 (a)
0.015mg 0.67 (a)
0.1mg 0.67 (a)
0.5mg 0,55 (b)
1,0mg 0.5 (b)

Keterangan : angka yang didampingi huruf yang sama kea rah kolom tidak signifikan (P>0.05)

Tesoriere et al (2004) melaporkan hasil penelitian bahwa ekstrak buah kaktus dapat mengoksidasi lipid yang terdapat pada membrane sel darah merah, dalam buah kaktus tersebut terdapat betanin yang berwarna merah dan indikasantin yang berwarna kuning. Ekstrak kulit buah naga diketahui mengandung betalain yang berwarna merah dan indikasantin yang berwarna kuning sehingga hemolisis yang terjadi pada sel darah merah diduga karena kedua zat warna tersebut yang mengoksidasi lipid yang terdapat pada membran sel darah merah sehingga pada konsentrasi tinggi menyebabkan hemolisis sel darah merah.

 

KESIMPULAN

         Berdasarkan uraian hasil penelitian dan pembahasan dapat disimpulkan bahwa warna ekstrak kulit buah naga tidak stabil terhadap suhu tinggi dan pH rendah tetapi mempunyai toksisitas yang rendah.

 

UCAPAN TERIMA KASIH

Penulis mengucapkan terima kasih kepada Direktorat Jenderal Pendidikan Tinggi Departement Pendidikan Nasional (DP2M Dikti) yang telah membiayai penelitian ini dengan Surat Perjanjian Hibah Penelitian Fundamental  NO.243/SP2H/ PP/DP2M/III/2008 TANGGAL 6 MARET 2008

 

DAFTAR PUSTAKA

Attoe EL and von Elbe JH. 1985. Oxygen invlvement in betanine degradation: effect of antioxidant. J. Agric Food Chem. 50:106-110.

Babitha, S., CR. Soccol., and A. Pandey. 2006. Jackfruit seed- A novel substrate for the production of Monascus pigents through solid-state fermentation. Food Technol. Biotechnol. 44(4):465-471.

Barbut, S. 2002. Poultry product processing, an industry guide. CRC. Press. Boca Raton. Florida.

Butera D, Tesoriere L, Di Gaudio F, Bongiorno A, Allegra M, Pintaudi AM, Kohen R, and Livrea MA. 2002. Antioxidant activities of Sicillia prickly pear (Oputia ficus indica) fruit extracts and reducing properties of its betalain; betanin and indicaxanthib, I. Agric Food Chem. 50:68956901.

Cai Y., M Sun, W. Schliemann and H Corkel. 2001. Chemical stability and colorant properties of betaxanthin pgments from celosia argetea. J. Agric. Food Chem. 49 (9): 4429-4435.

Clement JS and Mabry TJ. 1996. Pigment Evolution in Caryophyllales: a synthetic overview. Bot Acta. 109:360-367.

Dufosse, L. 2006. Microbial production of food grade pigment. Food Technol. Biotechnol. 44(3): 313-321.

Elbe Von JH, Maing IY and Amundson CH. 2006. Color Stability of betanin. J. Food Sci. 38:2:334-337.

Gentile C, Tesoriere L, A Llegra M, Livrea MA and D’Alessio. 2004. Antioxidant betalains from cactus pear (Oputia ficus-indica) inhibit endothelial ICAM-1 expression. Ann. NY Acad Sci. 1028:481-486.

Gharras E H, Hasib A, Jaouad A, EL-bouadili A and Schoefs B. 2006. Stability of vacuolar betaxanthin pigment in juices from Moroccan yellow Opuntia indica fruit. J.Food Sci. 38:1:239-3321

Gunasekaran S and Poorniammal R. 2008. Optimization of fermentation conditions for red pigment production from Penicillium sp under submerged cultivation. African Journal of Biotechnology 7(12): 1894-1898.

Gutierrez, RMP and RV. Solis. 2006. Effect of capillary permeability in rabbit of acalypha langinia buddleia scordiaedes, Hylocereu undatus tecoma stan and astianthus viminalis. Phramacoloyonline. (1): 113-119.

Hamano, PS., SFB. Orozco and BV. Kilikian. 2005. Concentration determination of extracellular and intracellular red pigment produced by Monascus sp.  Braz. Arch. Biol. Technol. 48(6):1-10.

Herbach KM, C. Maier and FC. Stintzing.  2005. Effect of processing and storage on juice color and betacyanin stability of purple pitaya (Hylocereus polyrhizus) juice. J. Europea Food Res and Tech. 224 (5). 12-18.

Herbach, KM., FC. Stintzing and R. Carle. 2006. Betalain stability and degradation structural and chromatic aspects. J. Food Sci. 71 (4): 41-50.

Hilou A, Nacoulma OG and Gulguemde. 2005. In vivo antimalarial activities of extracts from Amaranthus spinosus L and Boerhaavia erecta L. in mice. Int Journa Food Sci and Tech. 43:2:352-356.

Ilori, OO and OA.Odukoya. 2005. Hibiscus sabdarifa and sorgum bicolor as natural colorants. EjeafChe. 4(1):858-862.

Kanner J, Harel S, and Granit R. 2001. Betalians- A new class of dietary cationized antioxidant. J Agric Food Chem. 49:5178-5185.

Latha, YL., S. Sasidharan, Z. Zuraini, S. Suryani, L. Shirley, S. Sangtha, and M. Davaselvi. 2007. Antimicrobial activities and toxicity of crude extract of the Psophocarpus tetragonolobus pods. Aprican J. of Trad. Compli. and Alt. Medicines. 4(1):23-36.

Mariassyova M and Silhar S. 2000. Conversion of betalains in the presence of antioxidants. Czech J. Food Sci. 18:220-221.

Multon, JL. 1992. Additifs et auxihaires des fabrication dans les industries agroalimentaires. Tec. Et. Doc. Lavoisier (Ed). APRIA, 266-270.

Steel, RGD and JH. Torie. 1995. Prinsip dan prosedur statistik. Gramedia Pustaka Utama Jakarta.

Stintzing, FC., A. Schieber and R. Carle. 2003. Evaluation of colour properties and chemical quality parameters of cactus juices. 216 (4) ;303-311.

Stintzing FC and Carle R 2004. Fuctional properties of anthocyanins and betalains in plants, food, and in human nutrition. Trens Food Sci Technol. 15:19-38.

Stintzing FC, Kammerer D, Schieber A, Adama H, Nacoulma OG and Carle R 2005. Betacyanins and phenolic coumpound from Amaranthus spinous L and Boerhavia erecta L. X. Naturforch C/L Biosci. 59:1-8.

Stintzing FC, Kammerer D, Schieber A, Adama H, Nacoulma OG and Carle R 2004. Betacyanins and phenolic coumpound from Amaranthus spinous L and Boerhavia erecta L. X. Naturforch C/L Biosci. 59:1-8

Stractk D, Steglich W, and Wray V. 1993. Betalains, In; Dev PM, Harborne JB, editor, Methods in plants biochemistry. London. Academic Press Limited. P. 421-450.

Tesoriere L, Allegra M, Butera D, and Livrea MA. 2004. Absorption, excretion, and distribution of dietary antioxidant betalains in LDLs: potential health effects of betalains in humans. Am J Clin Nun:80:041-945.

Wybraniec, S and Y. Mizrahi, 2006. Fruit flesh betacyanin pigment in hylocereu  cacti. PMID. 12358484.