AKTIVITAS ANTIOKSIDAN IN VITRO DAN HEPATOPROTEKTOR FRAKSI IRIDOID RUMPUT MUTIARA PADA HATI KELINCI YANG TERPAPAR ASETAMINOFEN


Jurnal Obat Bahan Alam || Journal Of Natural Medicine
Volume 6 || Nomor 2 || November 2007 || ISSN: 1412-5986
Penerbit : Fakultas Farmasi Universitas Katolik Widya Mandala Surabaya
Penulis 1: Tatang Sopandi
Penulis 2: Wardah
Penulis 3: Iwan Setiawan

TEKS VERSI CETAK/ASLI

ABSTRAK

Penelitian ini bertujuan untuk  mengetahui aktivitas antioksidan dan hepatoprotektor fraksi iridoid rumput mutiara  (Hedyotis corymbosa) pada hati kelinci yang terpapar asetaminofen.Penelitian  terdiri dari dua tahap, tahap pertama ekstraksi  dan fraksinasi iridoid  dari rumput rnutiara  dan tahap kedua pemberian berbagai  dosis fraksi iridoid pada kelinci. Hasil ekstraksi  dan fraksinasi  rumput  mutiara  memberikan 3 fraksi etanol-air yang terdeteksi  sebagai  iridoid dan menunjukkan aktivitas antioksidan. Ketiga  fraksi tersebut  yaitu fraksi etanol-air (10:0) dengan  bilangan  hRf 63,9  dan konsentrasi  inhibisi 50% (IC50) DPPH  56,57 ug/ml, fraksi etanol-air  (9:1) dengan  hRf 59,8 dan IC50, DPPH 56,12 ug/rnl, dan fraksi  etanol-air  (5:5) dengan  hRf 49,5 dan IC50 DPPH  77,84  ug/ml.   Fraksi  etanol-air   (10:0)  dan  (9: I) mempunyai   aktivitas   antioksidan   lebih  tinggi dibandingkan  dengan  aktivitas  antioksidan   vitamin  C.  Pemberian  fraksi  iridoid 240 mg/kg  BB per hari selama 7 hari signifikan   (P<0,05)   mencegah  peningkatan lipid peroksida  dan  mencegah   penurunan   aktivitas  GSH, katalase  dan  SOD hati  kelinci  akibat  paparan  asetaminofen. Hasil  penelitian   ini menunjukkan bahwa  fraksi iridoid rumput mutiara dapat bertindak sebagai  antioksidan dan hepatoprotektor terhadap induksi asetaminofen pada hati kelinci.

Kata kunci: asetaminofen, fraksi irldoid, antioksidan, hepatoprotektor

 

ABSTRACT

The aim of this research  was to know antioxidant  activity  in-vitro  and hepatoprotector   ofiridoid fraction  of Hecfyotis corymbosa (diamond  flower) in rabbit’s  liver  induced  by acetaminophen.   This research was performed  in two steps. The first step was to get extract and to fractionize  diamond  flower. The second step was to give various dosage  of iridoid fraction to rabbit. Extraction  and fractionation   gave 3 fractions  of ethanol­ water  which  were  detected   as iridoid  and  showed  antioxidant   activity.  These  fractions  were  ethanol-water fraction   10:0  with  Rf  63.9  and  inhibition   concentration   of  50%  (IC50) DPPH  56.57  ug/rnl; ethanol-water fraction  (9: I) with Rf59.8   and   IC50 56.12  ug/ml, and ethanol-water   fraction  (5:5) with Rf 49.5 and IC50 77.84 ug/rnl. The two fractions  of ethanol-water   (10:0 and 9: I) had higher  antioxidant   activities  of vitamin  C. The result of this research  showed  by giving iridoid fraction 240 mg kg’ BW to rabbit per day for 7 days significant­ ly, it can prevent  lipid peroxide  increase  and at the same time prevent  GSH activity,  SOD and catalase  activity of rabbit’s liver caused  by acetaminophen.   Thus, it can be concluded  that iridoid fraction  of diamond  flower can act as antioxidant  and hepatoprotector   against acetaminophen   induction for rabbit’s  liver.

Keywords: acetaminophen,   iridoid fraction,  antioxidant,  hepatoprotector

 

PENDAHULUAN

Asetaminofen secara  luas telah digunakan sebagai analgesik dan antipiretik (Bajt et al., 2003).   Walaupun    asetarninofen  diketahui sebagai hepatotoksikan, penggunaan asetaminofen sebagai obat analgesik, antipiretik dan   antiinflamasi terus meningkat (Ghanem et  al., 2005). Pada  penggunaan dosis terapi, asetaminofen cukup aman,  namun    demikian pada penggunaan dosis tinggi,  asetaminofen dapat menyebabkan toksisitas hati dan membentuk peroksinitrit dalam sentribular hati (Nelson, 1990; Bessems dan Vermeulen, 2001;   James   et al.,2003; Bajt  et 01.,2003).

Mekanisme toksisitas asetaminofen melibatkan aktivitas metabolik asetaminofen melalui sistem sitokrom P450 yang   menghasilkan metabolit reaktif elektrofilik (Jollow   et al., 1973),  yaitu N-asetil-p-benzoquinone-imine (NAPQI)(Dahlin et al.,1984). NAPQI dapat berkonjugasi  dengan glutation  (GSH) dan GSH tersebut disekresikan keluar sel,  setelah GSH hati habis, NAPQI dapat berikatan secara kovalen dengan protein sel  (Jollow   et al., 1973;  Cohen   dan  Khairallah, 1997). Salah satu konsekuensi  pengikatan protein tersebut adalah terjadinya disfungsi mitokondrial dengan penghambatan respirasi  (Meyer et  al.,1988; Ramsey et al., 1989; Devi et al., 2005), penurunan ATP di  hati  (Jaeschke,  1998;  Tirmenstein   dan  Nelson, 1990),   pengeluaran sitokrom c mitokondrial (Knight dan  Jaescke, 2002).   Defisiensi glutation transferase zeta akibat paparan asetaminofen menyebabkan stres oksidatif (Blackburn  et al., 2005). Asetaminofen juga diketahui dapat memproduksi metabolit reaktif, deplesi GSH, dan alkilasi protein khususnya  protein mitokondrial (Jaeschke  dan Bajt, 2006).

Berbagai hasil penelitian menunjukkan bahwa komponen iridoid dari tanaman dapat bertindak sebagai hepatoprotektor (Kerry, 1997; Sehuppan et al., 1999; Sing et al., 2005).  lridoid dari rumput  mutiara  diketahui  dapat menurunkan kadar SGPT dan SGOT serta  memulihkan histopatologi hati  kelinci yang dipapar asetaminofen (Sopandi   et  al.,  2006). Selanjutnya iridoid  dari rumput mutiara dapat menurunkan  kadar bilirubin dan  alkalin fospatase serta dapat meningkatkan kadar GSH  pada  hati kelinci  yang  dipapar  asetaminofen (Wardah et al., 2007).

Aktivitas antioksidan dan hepatoprotektor iridoid belum sepenuhnya dipahami. Selain itu aktivitas iridoid sebagai hepatoprotektor sangat bervariasi pada berbagai tanaman, tempat turnbuh, bagian tanaman dan metode ekstraksi.  Penelitian ini bertujuan untuk mengetahui aktivitas antioksidan secara in-vitro dan hepatoprotektor fraksi iridoid dari rumput mutiara pada hati kelinci yang terpapar asetaminofen.

 

METODE  PENELITIAN

Penelitian telah dilakukan secara eksperimental di Laboratorium Biokimia  Fakultas  Industri Pangan Universitas   17 Agustus  1945 Surabaya mulai bulan April sampai dengan September 2007.

Alat

Peralatan  penelitian yang  digunakan  dalam penelitian terdiri  atas penguap  putar  hampa,  krornatograf  kolom, botol  semprot, spektrofotorneter (spektronie  60), homogeniser,   centrifuge,  vortex,  micropipette,timbangan analitik, kandang, tabung reaksi, Erlenmeyer  dan peralatan  lain yang dibutuhkan  untuk analisis kimia dan biokimia.

Bahan

Bahan yang digunakan  dalam  penelitian  ini terdiri atas  herba  rumput   mutiara,   etanol  90%, kertas Whatman  No.1,   akuabides,   eter, metanol, silika gel 60 F (Merck),  pelat kromatografi   silika gel 60 F254 (Merck),  n-butanol, asam asetat, HCI, CuS04.H20, toluena    p-sulfonat, DPPH   (2,2- diphenyl-I-picrylhidrazyl hydrat,  Merck),  kelinci strain  Giant, pakan kelinci, asetaminofen, pentobarbital, natrium klorida, potassium klorida, buffer fosfat, asam tiobarbiturat   (TBA,  Sigma), trichloroacid  (Sigma), DTNB    natrium    sitrat, hidrogen  peroksida,  asam asetat dikromat.  2-ami­ no-2-methyl-l,3-propanediol, asam borat, DTPA, I-methyl-2-vinylpyridium trifluoromethane­ sulfonat,,Sigma), 5,6, 6a, 11b-tetrahydro-3, 9,10- tryhydroxybenzotbourene (Sigma), Na2C03, NaOH, CuS04.5H20, natrium kalium tartrat, asam phosphor-tungstic-phosphomo~ybdic serta bahan kimia  lain yang  dibutuhkan untuk  analisis  kimia dan biokimia.

 

Tahapan Penelitian

Ekstraksi

Metode  ekstraksi  dan fraksinasi  iridoid dari rumput mutiara dilakukan sesuai dengan yang digambarkan   oleh  Franzyk  et al.,  (1997).  Herba rumput mutiara dibersihkan  dari kotoran, dikeringkan dan digiling.  Rumput  mutiara yang kering dan  berbentuk   serbuk  dimaserasi   dengan  etanol 90% selama 4 hari. Setelah disaring  dengan kertas Whatman  No. 1 dan  dievaporasi dalam  penguap putar  hampa, residu  dipartisi   dengan  akuabides dan  eter. Sebanyak  2,1 g bagian  akuabides yang diperoleh dilarutkan dalam  210  ml metanol  dan diaplikasi  dalam  kromatografi   kolom yang mempunyai diameter  3,5 cm dan panjang 60 cm dengan fase diam  silika  gel  60F  dan  pengembang   cam puran  pelarut  etanol akuabides dalam berbagai perbandingan (landaian). Selanjutnya, fraksi yang diperoleh dari kolom  kromatografi dikeringkan, dan dilarutkan   dalam  rnetanol. Cuplikan  ditotolkan dalam pelat kromatografi dengan  pengembang n-BuOH-HOAc-H20 (4: 1:5) dengan pereaksi semprot Trim-Hill untuk mengidentifikasi iridoid dan DPPH  0,2% untuk mengetahui  aktivitas antioksidan.

 

Identifikasi  iridoid pada  simplisia

Untuk  mendeteksi keberadaan iridoid pada ekstrak dan fraksi  dilakukan  uji warna  Trim-Hill sesuai  petunjuk  Harbone (1996).   Sebanyak   1 g simplisia   kering   dimasukkan    ke  dalam  tabung reaksi   dengan   5  ml  HCI   1%.   Setelah 6 jam, maserat dienaptuangkan ke  dalam  tabung lain yang  berisi 1 ml pereaksi Trim-Hill yang  terdiri dari  10 ml asam asetat,  1 ml larutan CuS04.5H20 0,2%  dalam  air,  dan  O,5 ml  HCI  pekat.  Tabung yang  berisi campuran  dipanaskan  selama 1 menit pada nyala api, dan diamati  perubahan  warnanya. Untuk   deteksi   iridoid   pada  pelat  kromatografi, HCI diganti dengan toluena p-sulfonat.

 

Uji aktivitas  antioksidanfraksi    iridoid

Untuk mengetahui aktivitas antioksidan dari fraksi iridoid rumput mutiara dilakukan dengan metode yang  dikembangkan oleh Kirby dan Schmidt  (1997).  Fraksi yang  diperoleh  dan terdeteksi sebagai iridoid  di1arutkan  dalam   methanol 99%  dan  ditotolkan di atas  kromatografi   lapis tipis silika  gel dengan  pengembangan   campuran n-BuOH-HOAc-HP (4:1:5).  Pelat  kromatografi dikeringkan  dan disemprot  dengan larutan 0,2% DPPH  dan  diamati  perubahan   warnanya.   Selanjutnya   untuk   mengetahui    aktivitas   antioksidan pad a berbagai  konsentrasi   fraksi  iridoid (0 ug,  10 µg, 20 ug, 30 ug, 40 ug, 50 ug, 60 ug, 70 ug, 80 ug, 90 ug, dan  100 ug/rnl  dalam  rnetanol),  sebanyak  masing-masing  1 ml  larutan  dicampur dengan 4 ml larutan   DPPH  0,004%  dalam  metanol. Setelah diinkubasi selama 30 menit, absorbansi sampel diukur dengan  spektrofotometer pada panjang gelombang  512 nm.

 

Hewan uji

Setelah dilakukan adaptasi terhadap lingkungan selama  1minggu,  sebanyak  24 ekor kelinci yang  mempunyai   berat  rata-rata 1,5 kg dibagi menjadi empat kelompok perlakuan yang terdiri masing-masing 6 ekor.   Pada setiap   kelompok masing-masing kelinci  diberi   fraksi  etanol-air yang terdeteksi mengandung  iridoid dengan berbagai dosis pemberian  yang  berbeda,  yaitu: kelompok  PO:  0 mg fraksi  iridoid  (kontrol  negatif), PI:   0 mg/kg BB fraksi  iridoid (kontrol  positif), P2:  120 mg/kg BB fraksi  iridoid  dan P3: 240 rug/kg  BB fraksi  iridoid. Pernberian fraksi  iridoid dilakukan  secara oral dalam air setiap hari selama satu  minggu.   Setelah   pemberian   fraksi   iridoid, semua  kelinci  kecuali  kelompok   kontrol  positif (PO)  dipapar   asetaminofen    dengan   dosis   500 mg/kg BB per hari  secara  oral  dalam  air selama satu minggu. Analisis  lipid peroksidase  (TBARS), reduksi  GSH,  superoksida   dismutase,  dan aktivi­ tas katalase dilakukan  pada hari ke-8 setelah pem­ berian asetaminofen.

 

Aktivitas  hepatoprotektor

Untuk  mengetahui aktivitas   hepatoprotektor fraksi iridoid rum put mutiara dilakukan  pengujian stres oksidatif   sesuai  dengan   metode  yang gambarkan  oleh Tirkey et al. (2005).   Kelinci dari rnasing-rnasing   kelompok   pemberian   fraksi   iridoid,   dianastesi    dengan   pentobarbital    dan   dikorbankan.  Organ  hati diambil  dan dicuci dengan natrium    klorida, selanjutnya dihomogenkan dalam potassium klorida dengan homogenizer. Homogenat disentrifugasi pada 800 g selama 5 menit  pada  suhu  4°C untuk  memisahkan   debris nuclear.  Supernatan  yang diperoleh  disentrifugasi pada  6000   g  selama   20  menit   pada  suhu  4°C sebanyak  dua kali  untuk mendapatkan  supernatan post   mitokondria    (PMS)   yang  akan  digunakan untuk  uji katalase  dan  aktivitas  superoksida  dismutase (SOD).

 

Pengukuran  lipid peroksidasi

Kandungan   malonaldehid   yang merupakan ukuran  lipid peroksidase   dianalisis  sesuai dengan metode  Nakamura   (1976).  Sebanyak   1 g hati di­ homogenkan   dengan  2 ml 0,05 ml/l buffer fosfat (pH 7,4). Selanjutnya  sebanyak  0,5 ml homogenat dicampur   dengan   2  ml  campuran   TBA  0,37%, TCA  15% dan 0,25 N HCI dengan  perbandingan 1: 1:1. Campuran   dipanaskan   pada  suhu  100°C selama  30 menit.  Setelah  didinginkan,   ditambahkan 4 ml n-butanol  dan dikocok  serta disentrifugasi.  Supernatan   diambil  dan  absorbansinya   diukur pada 535 nm.

 

Pengukuran  reduksi GSH

Reduksi  glutation  dalam hati diukur dengan metode Ellman (1959).  Sebanyak  0,5 ml PMS dihomogenkan   dengan  2 rnl TCA 5%, selanjutnya sebanyak 1 ml supernatan   diambil  dan ditambah 0,5 ml reagent Ellman  (0,0 198% DTNB dalam 1% natrium sitrat)  dan  3 ml  buffer  fosfat  (pH  8,0). Perubahan warna  merah  segera  diamati  dengan spektrofotometer  pada 412 nm.

 

Pengukuran  SOD

Aktivitas  SOD diukur  dengan  metode yang dikembangkan   oleh Oxford Biomedical  Research (2003).  Sebanyak 900 μl buffer (2-amino-2- methyb-Ld-propanediol) yang mengandung asam borat dan DTPA  (pH  8,8)  dimasukan   ke  dalam tabung, selanjutnya   ditambahkan   40 μl PMS dan 30 μlreagen  l-methyl-Z-vinylpyridium trifluoro­ methanesulfonat dalam HCl.  Campuran diaduk dengan vortex  dan  diinkubasi   pada  suhu  37°C selama  1 menit. Campuran  ditambah  30 μl reagen (5,6, 6a,11 b-tetrahydro-S,   9,1G-tryhydroxybenzo­©jlourene   dalam   HCl  dan  etanol)   diaduk   lagi dengan vortex. Selanjutnya  segera dimasukan ke dalam kuvet spektrofotometer   untuk diukur absorbasinya pada 525   nm   setelah  5 menit  pengukuran  diulang.

 

Pengukuran  katalase

Aktivitas katalase diukur dengan   metode Sinha (1972).  Sebanyak  0,1 ml PMS ditambah  1,5 ml larutan   buffer  fosfat  (pH 7,0). Ke dalam  campuran ditambahkan  0,4 ml hidrogen   peroksida  dan setelah  bereaksi  selama  30-60 detik, ditambahkan 2,0 ml reagen  asam asetat  dikromat.   Selanjutnya dipanaskan  dalam  air mendidih  selama  10 menit, didinginkan   dan  absorbansinya   diukur  pada  620 nm.

 

Penentuan  Protein

Kandungan  protein jaringan  diukur  dengan metode biuret (Lowry, 1951).   Sebanyak    300 ug/ml  diencerkan   secara  bertingkat   dari  30-300 ug/rnl,   ditambahkan    ke   dalam   masing-masing  tabung  8 ml reagen Lowry  B yang terdiri atas 100 ml larutan  2% Na2C03      dalam NaOH  0,1 N dengan 1 ml CuS04.5H20    dan  1 ml natrium  kalium tartrat 2% dan  dibiarkan   selama   1 0 menit.  Selanjutnya ditambahkan   1 ml reagen  Lowry  A yaitu  larutan asam phosphor-tungstic-phosphomolybdic, dikocok dan dibiarkan  selama 20 menit. Absorbansi diukur dengan spektrofotometer   pada panjang gelombang  600 nm.

 

Analisis Statistika

Data hasil pengukuran   lipid peroksidasi,  reduksi glutation,  SOD,  aktivitas  katalase  yang  diperoleh dianalisis  statistika  dengan  analisis varian satu arah yang  dilanjutkan   dengan  uji beda jujur menggunakan   program   SPSS  10. Untuk  rnengetahui konsentrasi  inhibisi  50% (IC50) fraksi iridoid dilakukan   analisis   regresi   terhadap   konsentrasi fraksi iridoid sebagai varibel  bebas (X) dan persen inhibisi sebagai variabel tidak bebas (Y).

 

HASIL DAN PEMBAHASAN

Aktivitas  Antioksidan   Fraksi  lridoid   Rumput Mutiara

Hasil pemisahan ekstrak rumput mutiara dengan menggunakan  krornatografi  kolom dan diaplikasikan  dalam kromatografi  lapis tipis memberikan   3  fraksi  etanol-air   yang  terdeteksi sebagai iridoid dan menunjukkan  aktivitas antioksidan   (Tabel 1) yaitu  fraksi  etanol-air   (10:0) dengan  bilangan  hRf  63,9  dan  konsentrasi   inhibisi  50%  (IC50) = 56,57  ug/rnl,  fraksi  etanol-air (9:1) dengan  bilangan  hRf  59,8 dan IC50 = 56,12 ug/ml serta fraksi etanol-air  (S :S) dengan bilangan hRf 49,S dan  IC50 = 77,84 ug/m I. Fraksi etanol-air (10:0)   dan  (9:1)   B  mernpunyai aktivitas   antioksidan yang lebih tinggi dibandingkan  dengan aktivitas  antioksidan  vitamin  C.

 

Efek  Hepatoprotektor  Fraksi  Jridoid  Rumput Mutiara

Hasil  penelitian   menunjukkan    bahwa  paparan asetaminofen   500 mg/kg  BB/hari  selama  7  hari  meningkatkan    lipid  peroksidase   (Tabel  2) yang ditunjukkan  oleh perbedaan  yang signifikan (P<0,05)  antara  kadar  TBARS  pada  hati kelinci yang dipapar  asetam inofen dengan  kadar TBARS hati kelinci yang tidak diberi  perlakuan  (kontrol). Hasil ini sesuai dengan  peneiitian  Mirochnitchen et al. (1999) yang melaporkan  bahwa pemberian asetaminofen   over dosis (425 mg/kg) rneningkatkan  kadar  lipid peroksidase.   Pemberian  fraksi iridoid rumput mutiara  240 mg/kg BB/hari selama 7 hari signiftkan  (P<0,05)  mempertahankan   kadar lipid  peroksida   pada  hati  kelinci  yang  dipapar asetaminofen   500 mg/kg  BB/hari  selama 7 hari. Kadar TBARS pada hati kelinci yang diberi fraksi iridoid  rumput  mutiara  sebanyak  240 mg/kg BB/ hari selama 7 hari (kelompok P,) dan dipapar  asetaminofen  500 mg/kg BB/hari  selama 7 hari signifikan (P<O,O5) lebih rendah dibandingkan  dengan kadar TBARS  pada hati kelinci yang  tidak diberi fraksi  iridoid  rurnput  rnutiara  dan  dipapar  asetaminofen  sebanyak  500 mg/kg BB/hari  selama  7  hari  (kelompok   PI),   tetapi  tidak  berbeda  signi­ fikan (P>O,O5) dengan   kadar TBARS  hati kelinci  yang tidak diberi  fraksi  iridoid  dan asetaminofen (kontrol)   serta  tidak   berbeda   signifikan   dengan kadar  TBARS   pada  hati  kelinci   kelompok   P2. Dengan demikian  pemberian  fraksi iridoid rum put mutiara  sebanyak   120 rng/kg BB/hari   selama  7 hari gagal mernpertahankan   kadar lipid peroksida terhadap  induksi asetaminofen   sebanyak  500 mg/ kg BB/hari selama 7 hari.

 

Hasil  penelitian   menunjukkan    bahwa   paparan asetaminofen   500 rng/kg BB/ hari selama  7 hari  meningkatkan    lipid   peroksidase.    Tabel   2 memperlihatkan    bahwa   kadar   GSH   pada   hati kelinci   yang   dipapar    asetaminofen     signifikan (p<0,05)  lebih  rendah  dibandingkan   kadar  GSH kelinci   yang   tidak   diberi   perlakuan    (kontrol). Hasil penelitian  ini sesuai dengan  hasil penelitian Mirochnitchenko et al. (1999)  dan Sopandi  et al. (006)    yang  melaporkan   bahwa  pemberian   ase­ taminofen   yang   berlebihan    menurunkan    kadar GSH  hati.  Selanjutnya   hasil  penelitian   ini juga menunjukkan   bahwa  pada  hati kelinci  kelompok P3 kadar antioksidan  non enzimatis  (GSH)  diper- ahankan  secara signifikan  (P<0,05)  untuk melindungi sel hati dari induksi asetaminofen  walaupun masih  lebih  rendah  dibandingkan    dengan  kadar GSH. Tabel2  memperlihatkan   bahwa  kadar aSH pada hati kelinci  kelompok   P3 secara  signifikan (P<O,O5) lebih tinggi  dibandingkan   dengan  kadar GSH  pada  hati  kelinci  kelompok   PI  dan  signifikan  lebih  tinggi  dibandingkan    kadar  GSH  hati kelinci  kelompok   P2,  tetapi  signifikan   (P>O,O5) lebih  rendah   dibandingkan    dengan   kadar  GSH hati kelinci kelompok  PO  (kontrol).  Dengan  demikian  dapat  disimpulkan   bahwa  pemberian   fraksi iridoid  rumput mutiara  sebanyak   120 mg/kg BB/ hari  selama   7  hari  gagal   melindungi   hati  dari induksi asetaminofen  yang ditunjukkan  oleh tidak ada  perbedaan   yang   signifikan   (P>0,05)   antara kadar GSH pada hati kelinei kelornpok  P2 dengan kadar GSH hati kelinci kelompok PI. Menurut Winkler  (1992)  antioksidan   non enzimatis  seperti GSH, vitamin C dan vitamin E memegang  peranan penting  dalam  melindungi  sel terhadap  kerusakan oksidatif.

Hasil  penelitian  juga  menunjukkan   bahwa paparan  asetaminofen   SOOmg/kg  BB/hari  selama 7  hari menurunkan    aktivitas   katalase   (Tabel  2) yang ditunjukkan   oleh perbedaan  yang  signifikan (P<O,O5)antara aktivitas  katalase pada hati kelinci yang dipapar  asetaminofen dengan    aktivitas  katalase   hati   kelinci   yang   tidak   diberi   perlakuan (kontrol).  Pemberian  fraksi  iridoid rumput mutiara 240 mg/kg  BB/hari  selama  7 hari secara signifikan   (P<0,05)   mempertahankan     aktivitas   antioksidan   enzimatis    (superoksida    dismutase   dan katalase)  untuk  melindungi   sel  hati  dari  induksi asetaminofen. Tabel   2  memperlihatkan     bahwa aktivitas  katalase  pada  hati  kelinci  kelompok  P3 secara signifikan  (P<O,OS) lebih tinggi dibandingkan  dengan   aktivitas   katalase   pada  hati  kelinci kelompok PI,    tetapi   tidak   berbeda   signifikan (P>0,05)  dengan  aktivitas  katalase  hati kelinci kelompok P2, dan tidak berbeda  signifikan  (P>0,05) dengan aktivitas katalase pada    hati   kelinci kelompok   kontrol.   Dengan   demikian   pemberian fraksi iridoid rumput mutiara  sebanyak  120 mg/kg BB/hari  selama  7 hari gagal  melindungi  hati dari induksi asetaminofen   yang ditunjukkan  oleh tidak ada  perbedaan   yang  signifikan   (P>0,05)   antara  aktivitas  katalase  pada  hati kelinci  kelompok  P2 dengan  aktivitas   katalase   hati  kelinci  kelompok PI.

Selanjutnya,   hasil  penelitian   menunjukkan bahwa paparan  asetaminofen   500 mg/kg  BB/hari selama  7 hari  menurunkan   aktivitas  superoksida dismutase  (TabeI2)  yang ditunjukkan  oleh perbe­ daan  yang   signifikan   (P<0,05)   antara   aktivitas superoksida  dismutase  pada  hati kelinci  yang  di­ papar asetaminofen   dengan  aktivitas  superoksida dismutase  hati kelinci yang tidak diberi perlakuan (kontrol).  Tabel 2 juga  menunjukkan   bahwa  akti­ vitas  superoksida  dismutase  (SOD)  pada hati ke­ linci kelompok  P3 signifikan  (P<0,05)  lebih tinggi . dibandingkan    dengan   aktivitas   SOD   pada  hati kelinci  kelompok   PI,   serta  tidak  berbeda  signi­ fikan  (P>0,05)  dibandingkan   aktivitas   SOD  hati kelinci kelornpok  kontrol.  Dengan  demikian pem­ berian fraksi iridoid rum put mutiara  sebanyak  120 mg/kg  BB/hari   selama  7  hari  gagal  melindungi hati dari  induksi  asetaminofen   yang  ditunjukkan oleh tidak ada perbedaan  yang signifikan  (P>O,O5) an tara aktivitas  SOD pada  hati  kelinci  kelompok ini dengan kelom pok P 1.

Sistem   pertahanan    antioksidan    enzimatis merupakan  protektor  alami  dalam  melawan  lipid peroksidase.  Enzim  SOD,  katalase  dan  glutation peroksidase  (GPx) sangat penting  dalam menetraIisir ion superperoksidase   dan hidrogen  peroksida (Pari dan Amali, 2006). Enzim tersebut  mencegah pembentukan hidroksil radikal dan melindungi komponen  sel   dari kerusakan  oksidatif  (Scott  et al., 1991). Penurunan   kadar  GSH,  aktivitas  katalase  dan  SOD  pada hati kelinci yang dipapar asetaminofen  karena antioksidan tersebut digunakan  untuk  menetralisir peningkatan   lipid  peroksidase akibat paparan  asetaminofen.   Hasil penelitian ini mendukung  hipotesis  bahwa  iridoid dapat berfungsi  sebagai  hepatoprotektor    karena  mempunyai   sifat  antioksidan    dengan   meningkatkan GSH, katalase  dan aktivitas  SOD. Katalase,  SOD dan  GSH  yang  distimu1asi  oleh  iridoid  rumput mutiara digunakan  untuk mencegah  pembentukan ion  superoksida    dan   hidrogen   peroksida    serta melindungi    komponen    sel  hati  dari   kerusakan oksidatif.

 

KESIMPULAN

Hasil penelitian memperlihatkan bahwa aktivitas  antioksidan   fraksi  etanol-air   (10:0)  dan fraksi etanol:air (9: 1) dari iridoid  rumput  mutiara lebih tinggi secara signifikan dibandingkan dengan   aktivitas antioksidan vitamin C.  Fraksi iridoid  rumput   mutiara   dapat  bertindak   sebagai hepatoprotektor   dengan menstimulasi  antioksidan enzimatis  dan non enzimatis endogenous  sehing­ ga dapat mereduksi  parameter  stres oksidatif.

 

UCAPAN TERIMA KASIH

Penulis mengucapkan  terima kasih kepada Direktorat   Jenderal   Pendidikan   Tinggi  Departe­ men Pendidikan   Nasional yang telah membiayai penelitian ini melalui surat perjanjian  hibah penelitian No. 204/SP2H/PP/DP2M/III/2007.

 

DAFTAR  PUSTAKA

Bajt ML, TR Knight,  A Farhood,  and H Jaeschke, 2003,  Scavenging  peroxynitrite  with gluta­ thione  promotes  regeneration  and enhances survival  during  acetaminophen-induced     li­ ver injury in mice, JPET,  307, 67-73.

Bessems   JG  and  Vermeulen   NP,  2001,  Paracetamol (acetaminophen)-induced toxicity: Molecular and biochemical  mechanisms, analogues   and protective   approaches,   Crit Rev Toxicol, 31, 55-138.

Blackburn  AC, KlMatthaei,   CE Lim, MC Taylor, N Cappello,   JD  Hayes,  MW  Anders  and PG Board,  2005, Defisiency  of glutathione transferase  zeta causes  oxidative  stress and activation of   antioxidant    response   path­ ways,  JMoIPharmacol,8, 1342-1350.

Cohen   SD  and  EA  Khairallah,    1997,  Selective protein arylation and acetaminophen induced  hepatotoxicity,   Drug  Metab   Rev, 29,59-77.

Dahlin   DC,   GT  Miwa,   AY  Lu,  and  SD  Nel­ son, 1984, N-acetyl-p-benzoquinone     imine: a cytochrome  P-450-mediated   oxidation product  of acetaminophen,   Proc  Natl Acad Sci,  81,1327-1331.

Devi  KP,  M  Sreepriya,   K  Balakrishna,    and  T Devaki,  2005,  Protective  effect  of Premna tomentosa extract  (L. verbanacae)  on aceta­ minophen   induced  mitochondrial   dysfunc­ tion in rats, Mol Cell Biochem,  27,171-177

Elman GC,  1959, Tissue sulfhydryl  groups, Arc J Biophys,  82, 70-77

Franzyk  H, SM Frederiksen  and SR Jensen,  1997, Synthesis  of monoterpene   piperidine  from the iridoid  glucoside  antirrbinoside, J Nat Prod. 60.1012-1016

Ghanem  CI,  ML  Ruiz,  SS Villanueva,   MG  Lu­ quits,  VA Catania,  B Jones.  LA Bengochea, M Vore, and AD Mattino. 2005, Shift  from biliary  10 urinary    elimination   of acetami­ nophen-glucuronide in acetaminophen­ pretreated   rats. J  Pharmacol   Exp Ther, 315(3).   987-995

Harbone  JB, 1996, Merode  Fitokimia:  penuntun cara  modern  menganalisis   tumbuban. Cetakan   D,  Penerjemah    K  Padmawinata dan I Soediro, ITS- Bandung

Jaeschkc H,  1998, Glutathione   disulfide   forma­ tion and  oxidant  stress  during  acetamino­ phen-induced    hepatotoxicity     in  mice   in vivo. The protective  effect of allopurinol,  J Pharmaeol  Exp Tber,  255. 935-941

Jaeschke H  and   MI  Bnjt,   2006.   Intracellular signaling   mechanisms   of  acetaminophen­ induced  liver cell death,  Toxicol Sci. 89( I), 31-41

James LP. Mayeux PR and Hinson lA,  2003. Acetaminophen-induced hepatotoxicity. Drug Metab Dispos,31,1499-1506

Jollow  OJ, JR Mitchell,  WZ Potter, DC Davis, JR Gillete and BB Brodie, 1973, Acetamino­ phen-induced   hepatic  necrosis.  I!. Role of covalent  binding in vi, 0, J Pharmacol  Exp Tiler,  187,195-202

Knight  TR and  Jaescbke H. 2002.  Acetaminophen-induced  inhibition  of fast receptor­ mediated  liver cell apoprosis:  mitochondrial dysfunction  versus glutathione  depletion. ToxicoIAppIPharmacoI.181,133-141

Kerry B,  1997, Review of immune and hepaticfuetion of Picrorrbiza, American  Botani­ cal Council

Kirby AJ and  RJ Schmidt,   1997, The  antioxidant activity  of Chinese  herbs  for eczema  and of placebo  herbs-l,   J  EthnopharmacoJ, 56, 103-108

Lowry O. Rosenbraugh  N. Farr L, and R Rondall, Protein measurement   with the folin-phenol reagent.J Bioi Chern, 183,  265-275

Meyer  LL, Beirschmiu   WP, Khairallah   EA,  and Cohen  SO.  1988, Acetaminophen    induced inhibition  of  mitochondrial    respiration   in mice.  Toxieol  Appl   Pharmacol,    93,378-387

Mirochnltchcnko    0, Lefkowitz    MW.  Reuhl  K, Chen L. Yang Chung  and  Inouye  M, 1999, Acetaminophen     tO~IClty, J   Bioi   Chern, 274(15),10349-10355

Nakamura   MIT, 1976, Effect  of vitamin  E defi­ ciencyon    the  level of supcroxide  disrnuta­ se,   glutathione    peroxidase,    catalase   and lipid  peroxide   in I’m liver,  lilt  ,I Vit  Nutr Res,46,187-191

Nelson   D,  1990,  Molecular   mechanisms   of  the hepatotoxicity    caused   by  acetaminophen, Semin  Liver  Dis. 10. 267-278

Oxford   Biomedical    Research, 2003, Spectrephorometric  assay  for superoxide   dismunlase,”W.oxfordbiomed.  com

Pari  L and  DR Amali, 2006,  Protective   role  of tetrahydrocurmarin    (THe)   an active  prin­ ciple of turmeric  on chloroquine  induced hepatotoxicity    in fats,  J Pharm   Pharma­ ceu Sci, 8(1),115-123

Ramsey  RR. Rashed  MS, and  Nelson,   1989, In vitro effects  of acetaminophen   metabolites and  analogs   on  the  respiration   of  mouse liver   mitochondria,    Arch Biochern Bio­phys,273,449-457

Schuppan D, J-Doug Jia, B Brinkhaus,   and  EG Hahn,  1999, Herbal procluct for liver di­ seases:  a therapeutic  challenge  for the new millennium,  Hepatology.   4,1099-1104

Scon MD,  BH Lubin,  L Zuo, FA Kuypers,  1991. Erytrocyte   defense   against   hydrogen   peroxide:  Preeminent   Importance  of catalase, JLabCIinMed,   us, 7-16

Sing  B, Chandan   BK,  Prabhakar   A, Taneja  SC, Singh J and Qazi ON, 2005, Chemistry  and hcpatoprotective   activity  of an active frac­ tion from Barleria prlonitis Linn.  in expe­ rimental animals, Phytother  Res, 19(5), 391-404

Sinha  KA, 1972. Colorimetric   assay  of catalase, Ann Blochem, 47.389-94

Sopandi  T, I Setiawan  dan Wardah, 2006, lridoid rumput  mutiara  (Hedya/is corymbosa Lamk) sebagai antihepatotoksik   terhadap kcrusakan  hati akibnt acetaminophen,  J Saintek, 10(2),  126-137

Tirrnenstein  MA and Nelson  SD.  1990, Acetami­ nophen-induced   oxidation  of protein thiols. Contribution of impaired rhiols-rnetabo­ lizing enzymes and the breakdown of ade­ nine nucleorides.  J Bio! Chern,  265. 3059-3065.

Tirkey  N.  Pilkhwal  S,  Kuhad  A and  Chopra  K, 2005,   Hesperindin,   a citrus  biotlavonoid, decreases  the oxidative  stress  produced  by carbon tetrachloride   in rat liver and kidney, BMC Pharmacol,  5, 262-269

Wardah,  T Sopandi  dan  I Setiawan,   2007,  Efek pemberian  iridoid rumput mutiara  (Hedyo-· tis corymbosa Lamk) terhadap total  bili­ rubin, alkalin fosfatase, dan   glutathione kelinci yang terpapar  acetaminophen,  J Saintek, 11(1),23  -33

Winkler   BS, 1992,   Unequivocal evidence is support of  non-enzimatic redox  coupling between glutathione/glutathione disulfide and ascorbic acid,  dehydro  ascorbic  acid, Biochim  BiophysActa,   1117,287-290